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DNA甲基化修饰是一种重要的表观遗传修饰,它通过影响DNA的构象、稳定性及其与蛋白质的相互作用方式以及染色质的结构等调控基因的表达[1],在植物生长发育以及环境响应等过程中具有重要的调节作用,并能够引起可遗传的表观变异[2-3]。植物体中DNA甲基化的建立和维持受多个基因的协同调控,这些甲基化相关基因的功能缺失和超表达均能引起基因组DNA甲基化水平的变化,从而影响基因表达;植物DNA甲基化相关基因主要有甲基转移酶(MET)基因、域重排甲基转移酶(DRM)基因、染色质重塑酶(CMT)基因和DNA甲基化转移酶2(DNMT2)基因[4]。在拟南芥(Arabidopsis thaliana)中,MET1基因主要维持CG对称位置的胞嘧啶甲基化[5-6]。拟南芥的DNA甲基转移酶MET1在配子体形成过程中通过维持精细胞中印迹基因FIS2、MPC和FWA的甲基化来实现基因的沉默[7-9]。拟南芥MET1弱突变体的表型变化不大,但其自交后代出现顶端优势减弱、植株矮小、叶形改变、营养状态差以及开花时间延迟等性状[10]。此外,MET1还在植物逆境胁迫中发挥重要的作用[6, 11-12]。Brocklehurst等[13]研究表明,在拟南芥中,超表达MET1会在编码转座因子、非编码RNA和蛋白质的基因座上随机产生新的表观等位基因,这些表观变异可传递给下一代;MET1以及其他编码表观遗传因子基因的超表达及抑制表达,提供了另一种鉴定表观遗传靶基因和创建新的表观等位基因的策略。
Zuo等[14]利用细菌阻遏物LexA的DNA结合域(DBD)和VP16的反式激活结构域开发的基于人类雌激素受体( ER)调节区域的诱导系统,称为XVE系统,它是一种高效的严格依赖于动物17-β-雌二醇诱导的嵌合式转录激活系统,能够根据雌激素的使用剂量来严格控制下游基因的表达水平。目前,XVE诱导系统能够有效控制目的基因在拟南芥[14-17]、烟草[6, 18-19]、长春花[20]、水稻[21-22]和柑橘[23]等植物中的表达,并且在拟南芥中已经通过XVE系统的应用得到了一系列的突变体[24]。目前,XVE系统已经应用于植物基因功能研究等多个方面,是比较理想的操纵基因表达和研究基因功能的化学诱导表达系统[19]。pER8-MET1载体是依据XVE系统构建,研究证明17-β-雌二醇能够有效调控烟草中外源基因的表达[6]。
本研究利用农杆菌介导法将化学诱导启动子与拟南芥甲基化转移酶基因AtMET1导入银腺杨84K(Populus alba×P. glandulosa ‘84K’)的核基因组,利用化学诱导剂17-β-雌二醇调控目的基因AtMET1的表达,研究其在杨树中的诱导表达特性,为建立杨树甲基化诱导变异体系、实现杨树品种改良和基因功能分析等奠定良好的基础。
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植物材料为84K无菌苗。农杆菌菌株GV3101、植物表达载体pER8-AtMET1均由本实验室保存。Premix TaqTM购自TaKaRa公司(日本),引物由上海生工有限公司合成,DNA测序由Invitrogen公司(上海)完成。
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采用电击转化法将植物表达载体pER8-AtMET1转入农杆菌GV3101,经PCR鉴定后保菌。挑取单菌落接种于2 mL LB液体培养基(含有50 mg·L−1壮观霉素和17 mg·L−1利福平)中,28℃过夜振荡培养。取2 mL菌液接种于100 mL与以上相同的LB培养液中再次振荡培养至OD值为0.6~0.8。
取继代培养4周的84K杨无菌苗顶部第3~5片叶,切成1.5 cm×1.5 cm的叶盘,垂直主脉切2~3刀。将处理好的叶片放入摇好的菌液中浸染12~15 min,将叶片置于无菌滤纸上吸净表面菌液,接种于共培养培养基(MS+0.5 mg·L−1 BA+0.05 mg·L−1NAA)上暗培养 3 d后,转至筛选培养基(MS+0.5 mg·L−1 BA+0.05 mg·L−1NAA+Timentin 200 mg·L−1+Hygromycin 3 mg·L−1)上,在温度为28℃、16 h/8 h光周期、光照强度1 500~2 000 lax下培养。当分化的芽长到1~2 cm时,将其转入生根筛选培养基(1/2MS+0.02 mg·L−1 NAA+0.05 mg·L−1 IBA+Timentin 200 mg·L−1+Hygromycin 3 mg·L−1)中进行生根筛选。
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用植物基因组DNA提取试剂盒(TIANGEN,北京)提取转基因植株及对照叶片基因组DNA。根据已知pER8-AtMET1载体特异序列设计扩增Hygromycin基因(HPT)的引物HP,同时扩增部分HPT基因和AtMET1基因的引物HM(表1),用ABI Veriti 96孔梯度PCR仪(ABI,美国)进行PCR检测,总的反应体系为20 μL:Premix TaqTM 10 μL,Primer-F(10 μmol·L−1) 0.5 μL,Primer-R(10 μmol · L−1) 0.5 μL,DNA模板5 μL,加 ddH2O至终体积20 μL。PCR反应参数为:95℃预变性5 min;95℃变性10 s,56℃退火10 s,72℃延伸1 min 15 s,共35个循环;72℃终延伸7 min。扩增产物通过1%琼脂糖凝胶电泳检测后,用Axygen公司(美国)琼脂糖凝胶回收试剂盒回收纯化HM扩增片段,连接到克隆载体pMD™19-T Vector Cloning Kit(TaKaRa,日本),转化E. coli DH5α(TIANGEN,北京),经过蓝白斑筛选,挑取阳性克隆进行DNA序列测定。用DNAMAN 9.0软件将测序得到的基因序列与目的基因序列进行比对。
引物
名称检测
基因产物
长度/bp引物序列(5‘-3’) HP HPT 843 F: TAAATAGCTGCGCCGATGGT R: GGTTTCCACTATCGGCGAGT HM HPT-AtMET1 1 040 F: CTGTCGGGCGTACACAAATC R: ACATCAGTTTCCAGAGCCGT Table 1. The primer sequences of PCR
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随机取1个转基因株系及未转化的84K对照无菌苗叶片(第3~5片叶子),切成1.0 cm×1.0 cm的叶盘,垂直主脉切2~3个伤口,平铺于加有100 μmol·L−1 17-β-雌二醇的不定芽分化培养基上,每个平板约放10个叶盘(叶正面朝下、保证叶盘完全接触培养基),2次重复,野生型对照处理0、12 h,转基因株系处理0、3、6、12、24、48、96、144 h。处理后随机各取5个叶盘,液氮冷冻后保存于−80℃冰箱,用于RNA提取。
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用EASY spin Plus植物RNA快速提取试剂盒(Aidlab,北京)分别提取经雌激素诱导处理不同时间转基因株系叶片的总RNA,1 μg总RNA用于cDNA合成。首先去除残留DNA,反应体系如下:5×gDNA Eraser Buffer 2.0 μL,gDNA Eraser 1.0 μL,Total RNA 1 μg,RNase Free H2O补足至10 μL,42℃ 2 min。向上述离心管中加入体系RNase Free H2O 4 μL,5×PrimeScript Buffer 2(for Real Time) 4 μL,RT Primer Mix 1 μL,PrimeScript RT Enzyme Mix I 1 μL,混匀后37℃下反应15 min,85℃ 5 s终止反应,−20℃保存备用。将反转录产物cDNA稀释5倍作为反应模板,参照TaKaRa公司的TB GreenTM Premix Ex TaqTM II(Tli RNase HPlus)试剂盒说明配制反应体系,总反应体系为20 μL,其中,TB Green Premix TaqII(Tli RNase HPlus)10 μL,Primer-F (10 μmol·L−1) 0.8 μL,Primer-R(10 μmol·L−1) 0.8 μL,cDNA模板2 μL,用去离子水补足至20 μL。用Roche Light Cycle 480Ⅱ型荧光定量PCR仪(Roche,瑞士)进行qRT-PCR反应,反应程序为:95℃ 30 s;95 ℃ 5 s,60℃ 30 s,40 个循环;95℃ 5 s,60℃ 1 min,95℃;50℃ 30 s。引物见表2。以Actin为内参基因,每个样品6次重复,用2−ΔΔCT算法进行分析[16]。
基因 产物长度/bp 引物序列(5′-3′) Actin 195 F: AAACTGTAATGGTCCTCCCTCCG R: GCATCATCACAATCACTCTCCGA AtMET1 190 F: ACGGGTTGAGCATTGGAGTA R: ATCCCCACCAGATGACTTGG Table 2. The primer sequences of qRT-PCR
Genetic Transformation of AtMET1 in Populus alba × P. glandulosa ‘84K’ and Its Chemical-inducible Expression Analysis
- Received Date: 2019-01-23
- Accepted Date: 2019-04-22
- Available Online: 2020-05-01
Abstract: